cyclin是什么意思lin在线翻译读音例句

请按以下做

1.目的

2.材料与方法

3.结果

4.讨论

CyclinD1基因沉默对骨关节炎大鼠软骨细胞凋亡与增殖的影响

摘要：目的研究CyclinD1表达沉默对OA软骨细胞的增殖和凋亡的影响。方法从健康的

成年大白鼠分离软骨细胞，并进行人工培养。采用甲苯胺蓝染和II型胶原免疫组化筛选软骨

细胞。构建表达CyclinD1-siRNA的质粒。在软骨细胞中通过IL-1诱导产生OA模型。软骨

细胞被分为王羲之十七帖高清图 ：空白对照组，IL-1诱导组(OA模型组)，IL-1诱导实验组(OA实验组，Cyclin

D1-siRNA转染)，IL-1诱导的阴性对照组(OA阴性控制组，阴性转染)。每组细胞培养了24h、

48h、72h、96h，且用细胞计数试剂盒量化细胞增殖。用流式细胞术检测细胞周期与凋亡。

用qRT-PCR和Westernblotting检测细胞中CyclinD1、mRNA和蛋白质的表达。结果细

胞增殖测定结果表明，相较于培养了24h，72h和96h的软骨细胞增殖速度更加显著。和空

白对照组相比，培养72h和96h的OA模型组、OA实验组和OA阴性对照组的细胞增殖速

度显著下降。OA模型组细胞增殖在48h、72h和96h显著低于OA实验组、OA阴性对照

组。流式细胞术表明，相比较于空白对照组，OA模型组、OA实验组、OA阴性对照组中

细胞凋亡率更高。相比较于OA模型组和OA阴性对照组，OA实验组细胞凋亡率增加。相

关CyclinD1mRNA和蛋白质表达，在OA实验组中，显著低于空白对照组、OA阴性对照

组和OA模型组。结论CyclinD1基因表达沉默能够抑制OA软骨细胞的增殖和增强OA

软骨细胞的凋亡。

【关键词】Cyc春秋战国时期地图 linD1(周期蛋白D1);基因表达沉默;OA(骨关节炎)；软骨细胞；细胞增殖;

细胞周期；细胞凋亡

EffectsofCyclinD1genesilencingonapoptosisandproliferationofchondrocytesin

osteoarthritis:aninvitrostudyinrats

ZhaoZhi,WuMin,Guanjian-zhong,mentofOrthopedics,theFirst

AffiliatedHospitalofBengbuMedicalCollege,AnhuiKeyLaboratoryofTissue

Transplantation,Bengbu233004,China

Abstract:ObjectiveToinvestigatetheeffectsofCyclinD1silencingonproliferation

andapoptosisofchondrocytesinosteoarthritis(OA).MethodsChondrocyteswere

inebluestainingandtypeII

co

D1-siRNAexpressionplasmidwasconstructedandOAmodelwasinducedbyIL-1in

ocytesweredividedintotheblankgroup,IL-1-inducedgroup

(OAmodelgroup),IL-1-inducedexperimentalgroup(OAtrialgroup,transfected

withCyclinD1-siRNA),IL-1-inducednegativecontrolgroup(OAnegativecontrol

group,transfectedwithnegativecontrolsequence).Cellsineachgroupwereincubated

for24h,48h,

-PCRandWesternblotting

sCell

proliferationassayresultsshowedthattheproliferationafterchondrocyteswere

incubatedfor72hand96hincreasedsignificantlyineachgroupcompar《母爱》毕淑敏原文 edtothose

mparedwiththeblankgroup,cellproliferationsinOA

model,OAtrialandOAnegativecontrolgroupsdecreaseddistinctivelyat72hand

lproliferationat48h,72hand96hweresignificantlylowerintheOA

cytometryshowedthatcomparedwiththeblankgroup,higherapoptosisratewasfound

intheOAmodel,arisontotheOA

modelgroupandOAnegativecontrolgroup,theOAtrialgrouphad

veCyclinD1mRNAandproteinexpressionsinOA

experimentalgroupwassignificantlylowerthantheblankandOAnegativecontrol

sionCyclinD1genesilencingcansuppressproliferation

andenhanceapoptosisofchondrocytesinOA.

KeywordsCyclinD1;Genesilencing;Osteoarthritis;Chondrocytes;Cell

proliferation;Cellcycle;Apoptosis

骨关节炎（OA）是临床上常见的退行性骨关节疾病，其发病率仅次于心血管疾病[1,2]。

应力损伤、年龄、肥胖、先天性关节异常、关节畸形、炎症和其他的因素均可导致关节软骨

的损伤变性、骨肥大和骨细胞异常，最终导致OA[3,4]。软骨损伤是OA的发病核心，软骨细

胞损伤、软骨细胞凋亡、软骨细胞功能障碍和软骨细胞外基质降解是软骨退变的主要因素[5]。

因此，以软骨细胞作为有效的研究目标，期望为OA的治疗提供一个新的切入点和研究方向。

CyclinD1,采用CCNDl基因编码，并且定位于人类染色体11q13，是总长度15Kb的5

个外显子[6]。CyclinD1是细胞周期中一个重要的调控因子，其过表达与肿瘤的发生发展有

关[7]。G

0

期CyclinD1的早期表达是细胞周期的启动子。其与CDK4/CDK6连接，进而激活

CDK，最终导致pRB底物的磷酸化。转录因子E2F的释放，引起DNA转录，细胞增殖，

细胞从G1期转入S期[8]。因此，这项研究通过采用IL-1诱导关节软骨OA，其目的是探

索CynlinD1表达沉默对OA软骨细胞的增殖和凋亡产生怎样的影响。

1.材料与方法

1.1实验动物

健康无特殊病原体的成年大鼠（样本量48;体重15010g;年龄15-30天），来源于蚌埠

医学院动物实验中心。试验中的动物饲养和承诺，都是依据动物实验中心的相关管理和保护

的规定。整个研究都是遵循我院动物伦理标准和得到动物伦理委员会的批准。

1.2实验方法

1.2.1软骨细胞的提取所有大鼠通过颈部脱位处死，并用戊巴比妥进行无菌化处理每

Kg体重2mg(国家控股化学试剂有限公司)。在干净的操作台(BJ-1CDboxuncompany)上切

断膝关节，并分离膝关节周围的肌肉。用外科刀片分离关节软骨，轻轻地刮拭关节软骨表面

滑膜，关节软骨切片被分成13

mm等份，再将其放在离心机试管中。每一个试管中都添加了

1.5ml0.2%II型胶原蛋白酶(10%的FBS+DMEM细胞培养基，Sigma公司)，接着经过振动、

沉淀后，在37℃,5%

2

CO浓度的细胞培养器(Heraeus,Germany)培养分解24h。分解产物经

150网眼的筛子进行过滤，而后经离心机分离(1000r/min历时3min)，剔除上层液体。在

DMEM中添加4ml的10%FBS，之后振动单细胞悬液，然后种植在细胞培养瓶中，置于

37℃,5%

2

CO浓度的细胞培养器(Heraeus,Germany)进行单层培养。用相差显微镜(奥林巴

斯公司)观察软骨细胞的增长，在软骨细胞增长密度达到90%时，进行连续替代培养。

1.2.2软骨细胞的筛选用甲苯胺蓝染筛选软骨细胞，当首次细胞贴壁率达到80-90%时，

用0.25%胰蛋白酶-乙二胺四乙酸分解软骨细胞。将消毒后的载玻片和聚赖氨酸置于平板上，

并接种到具有低密度软骨细胞的6孔板中，然后在37℃下在5％CO2中温育，随后用4％

多聚甲醛固定30分钟。使用双蒸水漂洗固定液，随后用2小时的0.04％甲苯胺蓝染并在观

察后进行相对调整。使用无水乙醇去除染液，并施加磷酸盐缓冲盐水（PBS）漂洗3次。

安装二甲苯并在光学显微镜下观察。

1.2.3应用II型胶原免疫组织化学染色以检测软骨细胞在对照组中使用PBS代替一抗，

在阴性组中使用成纤维细胞。在载玻片上的第二代（P2）的软骨细胞并用4％多聚甲醛固定

30分钟。PBS用于漂洗固定液体3次;0.1％TritonX-100(北京生物科技有限公司)在潮湿箱

中浸泡10分钟，然后用PBS清洗3次。加入牛血清白蛋白1％BSA封闭1小时，然后一

抗后在4℃冰箱中培养过夜(Bio-Wold公司)。第二天用3次PBS冲洗进行1h的回暖。在第

二抗体后进行室温培养1小时，随后用PBS冲洗3次(10分钟3次)。采用二氨基联苯胺

(DAB)(Dako,Denmark)来控制内窥镜，在流水中采用苏木精、乙醇盐酸盐分化和蓝色恢复，

使内窥镜保持清晰。应用常规脱水和蒸腾后的中性树脂，在光学显微镜下观察照片。

1.2.4构建细胞周期蛋白D1基因沉默质粒用siRNA序列设计构建细胞周期蛋白(Cyclin

D1-siRNA)质粒。细胞周期蛋白(CyclinD1)基因序列获自GenBank。siRNA-CyclinD1正

义链，siRNA-CyclinD1反义链，阴性对照siRNA阴性正义链和阴性对照siRNA反义链，

所有序列均由杭州新瑞佳生物医药技术开发有限公司化学合成。

1.2.5质粒转染将初级溶解的软骨细胞分为4组，每组6瓶：空白组、IL-1诱导的OA

组(OA模型组)，IL-1诱导的实验组(OA试验组，siRNA)和IL-1诱导的阴性对照组(OA

阴性对照组，用阴性对照序列转染)。当软骨细胞融合超过85％时，实施细胞培养和siRNA

转染。空白组无特殊处理，其余三组均加入含有10ng/mlIL-1的DMEM培养基。将细胞

接种到6孔板中，每孔具有5

105.2个细胞。将低聚核糖胺脂质体用于转染试剂(Bio-World

公司)。OA阴性对照组用50nmol/l阴性对照siRNA转染，OA试验组用50nmol/l

siRNA-CyclinD1转染。在转染4小时后将完全培养基加入到4组中，并在37℃下在5％

2

CO

培养箱中培养，并且用细胞提取物进行另外48小时培养。

1.2.6缩胆囊素-8(CCK-8)应用CCK-8检测各组细胞增殖情况。将每组中溶解的细胞用于

制备浓度为ml/102

4

的细胞悬浮液，并接种到96孔板(200

ul

)中。在培养箱(37℃,5%

2

CO)

中加入新鲜培养基预培养24h。在细胞粘附后将20ul的CCK-8加入到每个孔中，随后在培

养箱中另外温育。在24h，48h，72h和96h分别检测450nm处的吸光度(OD)值，并描绘生长

曲线。

1.2.7流式细胞术流式细胞术用于分析细胞周期和凋亡。提取溶解的细胞，随后用

min/1000r

的5分钟离心和干燥的上清液，制备ml/101

6

的细胞悬浮液。用1ml注射器将细

胞快速注射到70％冷乙醇中，然后在4℃下固定12小时或更长时间。用PBS洗涤2次，

细胞浓度调节为ml/101

4

，然后在4℃下用RNase溶解后30分钟的碘化丙锭黑染色

(Sigma)。应用流式细胞术检测，通过波长为450nm的氩离子激发观察碘化丙啶的荧光。

用ModFit软件模型分析细胞周期、凋亡率和增殖指数(PI)。

PI=

100%

G2/MSG1

G2/MS







.

1.2.8定量实时聚合酶链反应(qRT-PCR)使用Trizol提取每组中转染细胞的总RNA，并使

用UV分光光度计检测每个提取的RNA样品的OD260/280值。计算RNA浓度，将样品保

存于-80℃备用。由上海生工生物技术有限公司总体设计Primer5.0入门设计软件。用肌动

蛋白作为内置参数。细胞周期蛋白D1(CyclinD1)的上流引物为：

5\'-GTAGCAGCGAGCAGCAGAGT-3\',下流引物为：5\'-CTCCTCGCACTTCTGTTCCTC-3\'\',,肌动

蛋白的上流引物为：5\'-CTGTGGCATCCACGAAACT-3\'\',下流引物为：

5\'-CGGACTCGTCATACTCCTGCT-3,.PCR两步反应条件：95℃变性15min，随后95℃变性

10s，55℃退火3伕组词 0s，55℃延长30s，共40个循环。基于2-Ct

模型计算最终结果：CT=

Ct

experimetalgroup

-Ct

controlgroup

,Ct=Ct

Bcl-2

–Ct

-actin

。此项实验重复3次。

1.2.9免疫印迹使用免疫印迹来检测每组细胞中细胞周期蛋白D1蛋白(CyclinD1)的表

达。在每组中提取细胞蛋白，并根据二辛可宁酸(BCA)试剂盒(WuhanBosterCompany)的

规格确定蛋白浓度。使用十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶电泳(SDS-PAGE)分离蛋白质。然

后进行聚偏二氟乙烯(PVDF)跨膜，然后在5％BSA室温封闭1h，加入第一抗体兔抗小鼠

CyclinD1(SantaCruzBiotechnology;1:200)和-作用(ab2676,abcam,CA,USA)，在4℃过

夜。使用Tris缓冲盐水Tween(TBST)冲洗3次/5分钟，并在室温下加入第二抗体(1：5000)

培养1h。进行膜冲洗3次/5分钟，随后进行DAB显色和Bio-Rad凝胶成像摄影。-肌动

蛋白作为内部参照，并且使用bio-radGelDolEZImager(GELDOCEZ

IMAGER,Bio-rad,California,USA)进行图像显像。将ImageJ软件用于目标条带（PMID：

25673203）的灰度分析[9]。

1.2.10统计分析

采用SPSS18.0统计分析软件进行数据分析。测量数据表示为

sx。使用T检验和配

对t检验来比较正态分布中的两个测量数据。用单因素方差分析（ANOVA）进行多组间比

较。计数数据以百分比和速率表示，并通过卡方检验检测。

05.0P

是公认的统计学定义。

2结果

2.1软骨细胞的形态学观察

在培养基中分离的具有折射和光学活性的关节软骨细胞是球形悬浮的(图1A);一些细胞

开始粘附于细胞壁，并在培养24h后拉伸形成突起(图1B)。在培养72h后，更多的贴壁细

胞生长成簇并逐渐扩大以形成连接在一起的多边形(图1C)。

注A关节软骨细胞的初始分离；B关节软骨细胞经过24小时的潜伏期；C72h后关节

软骨细胞孵化；41x10mm(300x300DPI)

图1光学显微镜下观察软骨细胞形态(200)

2.2软骨细胞的筛选

用甲苯胺蓝染料给初始软骨细胞染色。染色后，细胞外基质和细胞质为异染性紫色，染

色的核为深蓝色，染色的核仁为深蓝色(图2A)。COL2免疫组织化学细胞染色的结果显示，

在软骨细胞和细胞核中没有染色，而细胞质染色为棕色(图2B)。阳性结果证明培养的细胞

是软骨细胞。

注A甲苯胺蓝染色(400)；BCOL2软骨细胞免疫组织化学扩散后P2软骨细胞的增殖染

色(400)；51x19mm(300x300DPI)

图2识别后的软骨细胞甲苯胺蓝染色和COL2免疫组织化学染色

2.3细胞增殖的比较

CCK-8在4个时间点的细胞增殖结果如图3所示。当在同一组中比较时，每组在72h

和96h的软骨细胞增殖显著高于在24h的增殖(全部

05.0P

)。当比较各组时，与空白组相

比，OA模型组，OA试验组和OA阴性对照组在72h和96h的细胞增殖显着降低(全部

05.0P

)。与OA模型组和OA阴性对照组相比，OA试验组在48h，72h和96h的细胞增

殖显着降低(全部

05.0P

)。李白诗词全集981首(文字版)

注24小时OD值的典型比较（P<0.05）；*与空白组比较（P<0.05）；▲与OA模型组相（P<0.05）；

△与OA负对照组相比（P<0.05）67x33mm(300x300DPI)

图3CCK-8检测细胞增殖

细胞增殖的形态学观察见图4。在培养中可以看到软骨细胞在空白组中的细胞粘附。细胞在

24h开始增殖，在72h时生长成显着的簇(图3)。基本融合后形成单层软骨细胞。用显微镜

可在OA模型组和OA阴性空白组中观察到粘附的正常细胞。既没有浮游死细胞也没有显著

的形态变化(图4)。细胞在形态上仍然多样化，但是在数量上比空白组更低。此外，OA试

验组的细胞数明显低于其他三组。

注:AOA空白组;BOA模型组;COA负对照组;DOA实验组134x125mm(300x300DPI)

图4细胞孵化72h后在显微镜下观察细胞增殖

2.4细胞周期、增殖指数和凋亡的比较

流式细胞术的结果如图5所示。OA模型可以延长细胞周期的G1期，以抑制软骨细胞

增殖，细胞周期蛋白D1(CyclinD1)基因沉默可以增强抑制细胞增殖。相较于OA模型组，

OA试验组和OA阴性对照组的G1期比值明显增加，S期比例、G2/M比值和增殖指数明

显降低，相较于空白组，凋亡率明显增加(全部

05.0P

)。与OA模型组相比，OA试验组的

G1期比值明显增加，S期比值、G2/M比值和增殖指数（PI）明显降低，相较于阴性对照

组，细胞凋亡率显著增加(全部

05.0仓央嘉措的经典名言 P

)。

注A增殖指数(PI)和每组细胞凋亡率;B每组的细胞周期分析,*代表着与空白组比较

（P<0.05），▲代表了与OA同期模型组比较（P<0.05），△代表与OA阴性对照组的在同一时

期比较（P<0.05）;73x30mm(300x300DPI)

图5通过流式细胞仪检测细胞凋亡和细胞周期的比较

细胞周期蛋白D1mRNA(CyclinD1mRNA)表达的比较每组的qRT-PCR结果如图6所示。

相较于空白组、OA模型组和OA阴性空白组，OA试验组的CyclinD1的相对mRNA表达

量显著低(全部

05.0P

)。相较于空白组，在OA试验组、OA模型组和OA阴性对照组的Cyclin

D1的相对mRNA表达量显著低(全部

05.0P

)。

注*与空白组比较（P<0.05）；▲与OA模型组相比（P<0.05）；△与OA负对照组相比（P<0.05）

93x92mm(300x300DPI)

图6mRNA表达细胞周期蛋白D1检测定量实时聚合酶链反应的比较

细胞周期蛋白D1蛋白(CyclinD1)表达的比较每组的免疫印迹见图7。在OA试验组、OA

阴性对照组和OA模型组中细胞周期蛋白D1(CyclinD1)的相对蛋白表达显着低于空白组(全

部

05.0P

)。OA试验组的细胞周期蛋白D1的蛋白(CyclinD1)表达显着低于OA模型组和

OA阴性对照组(全部

05.0P

)。

注:A每组CyclinD1的蛋白细胞周期；B统计图表每组的细胞周期CyclinD1蛋白表达；

*与空白组比较（P<0.05）；▲与OA模型组相比（P<0.05）；△与OA负对照组相比（P<0.05）

73x39mm(300x300DPI)

图7每组蛋白免疫印迹结果

3讨论

本研究旨在调查靶向细胞周期蛋白D1(CyclinD1)的RNA干扰对OA中软骨细胞的细胞

增殖和凋亡的影响。结论证明，IL-1诱导的OA模型可以抑制软骨细胞的增殖和延长G1

细胞周期的生长。CyclinD1基因沉默可以加强抑制细胞增殖和促进OA软骨细胞的凋亡。

OA是一种综合性疾病，其发病机理主要涉及免疫反应、基因调节、基质金属蛋白酶、

细胞凋亡和细胞因子[10]。据报道，OA是由软骨细胞破坏和软骨基质降解引起的，并且伴随

着IL-1、肿瘤坏死因子-(TNF-afa)、基质金属蛋白酶(MMP)、一氧化氮（NO）和其它

细胞因子的过表达，其中IL-1是与OA的发生和发展最密切相关的[11]。因此，使用IL-1

诱导的软骨细胞复制软骨细胞变性的模型来研究CyclinD1对OA软骨细胞凋亡和增殖的

影响，并分析其可能的机制。发现IL-1诱导的OA可以抑制软骨细胞的增殖和促进G1细

胞周期的生长。作为代谢的主要诱导剂，在OA关节组织中炎症细胞因子IL-1的表达逐渐

增加，并且在促进OA疾病的发展中起重要作用[12]。IL-1对OA的典型病理作用主要体现

在:可能破坏基质胶原纤维网络和促进组织降解，导致胶原基质蛋白多糖降解，并导致基质

和水分流失，从而促进关节软骨退化[13]。此外，还确认IL-1可以上调蛋白酶产物（MMP）

和下调胶原和蛋白多糖的合成，这也在软骨基质的破坏中发挥了重要作用。它还可以诱导环

加氧酶-2的过表达，导致前列腺素E2(PGE2)的含量增加[14]。PGE2的过表达也显示在OA

患者的滑液和软骨中[15]。本研究还发现，OA模型组的细胞周期蛋白D1(CyclinD1)mRNA

的相对表达量和蛋白表达均显著低于空白组。OA模型中的CyclinD1表达沉默可抑制软骨

细胞的增殖。CyclinD1和其他CDK，如p27细胞周期蛋白依赖性激酶抑制剂1B（CDKN1B）

和p21细胞周期蛋白依赖性激酶抑制剂1A（CDKN1A）是细胞周期调节的核心，特别是在

从G1期到S期的过渡[16]。CyclinD1主要通过细胞周期蛋白D1/CDK/CKI的信号通路调

节细胞周期中G1/S期的限制点[17]。限制点是使每个分子在细胞周期顺序中进行的“检查

点”。细胞内外刺激的激活将导致各种细胞周期进程，DNA修复和其他细胞活动协调细胞周

期停滞、分化和凋亡，这可以确保准确的基因组重复和分离[18]。CyclinD1的抑制表达可以

降低CyclinD1和CDK4蛋白激酶复合物的活性，从而抑制下游靶蛋白的Rb磷酸化，并导

致细胞增殖停滞在G0/G1期和减少细胞增殖[19,20]。在先前的研究中显示，细胞周期蛋白

D1的上调可以促进平滑肌细胞和软骨细胞的增殖[21]。CyclinD1的相对表达抑制可以有效

抑制肿瘤细胞增殖。

总之，我们的研究结果表明杜甫的诗最短5首 IL-1诱导OA模型可以抑制软骨细胞的增殖和延长G1细

胞的生长周期。CyclinD1基因沉默可以增强抑制OA的软骨细胞增殖，这可能与软骨细胞

细胞周期中G1期的延长相关。然而，进一步研究OA中的特定机制及其在软骨细胞中的作

用需要作进一步的研究与探索。

参考文献

[1]CollinsJE,DeshpandeBR.,KatzJN,-andSex-SpecificIncidenceRatesand

PredictorsofTotalKneeArthroplasty:Seven-YearDataFromtheOsteoarthritisInitiative[J].

ArthritisCareRes(Hoboken),2016,68(7):965-973.

[2]KimK.,WojczynskaA,idenceofosteoarthriticchangeoncomputed

tomographyofKoreantemporomandibulardisorderpatientsdiagnosedbyRDC/TMD;a

retrospectivestudy[J].ActaOdontolScand,2016,74(5):337-342.

[3]ZhangY,Jordan,iologyofosteoarthritis[J].ClinGeriatrMed,2010,26(3):

355-369.

[4]BennellKL,woftheclinicalevidenceforexerciseinosteoarthritisofthe

hipandknee[J].JSciMedSport,2011,14(1):4-9.

[5]KumagaiK.,ToyodaF,StauntonCA.,tionofachondrocyte

volume-sensitiveCl-conductancepriortomacroscopiccartilagelesionformationinthe

rabbitkneeanteriorcruciateligamenttransectionosteoarthritismodel[J].Osteoarthritis

Cartilage,2016,24(10):1786-1794.

[6]DworakowskaD.[ClinicalsignificanceofcyclinDlexpressioninnon-smallcelllungcancer]

[J].PneumonolAlergolPol,2005,73(3):297-300.

[7]BienvenuF.,JirawatnotaiS.,EliasJE.,riptionalroleofcyclinD1in

developmentrevealedbyagenetic-proteomicscreen[J].Nature,2010,463(7279):374-378.

[8]TobinNP.,SimsAH.,LundgrenKL.,D1,Id1andEMTinbreastcancer.

BMCCancer,2011,11:417.

[9]ShiCH,WangWS,ZhangZD,oflentivirus-mediateduPAsilencingonthe

proliferation6月27日望湖楼醉书怎么背 andapoptosisofchondrocytesandtheexpressionofMMPs[J].

JHuazhongUnivSciTechnologMedSci,2015,35(1):111-116.

[10]DubikovAI,Kabal得意忘形 ykMA,KoretskayaTY.[Microcrystallinestressinthe

pathogenesisofosteoarthritis]s[J].TerArkh,2016,88(5):32-36.

[11]mmunology:CouldinhibitionofIL-1andTNFimprovehealingof

meniscallesionsandpreventthedevelopmentofosteoarthritis[J]?NatRev

Rheumatol,2012,8(1):4.

[12]GoldringMB,agehomeostasisinhealthandrheumaticdiseases[J].

ArthritisResTher,2009,11(3):224.

[13]YingX,PengL,ChenH,etal..CordycepinpreventedIL--inducedexpressionof

inflammatorymediatorsinhumanosteoarthritischondrocytes[J].IntOrthop,2014,38(7):

1519-1526.

[14]ParkSJ,CheonEJ,NA-558regulatestheexpressionof

cyclooxygenase-2andIL-1beta-inducedcataboliceffectsinhumanarticular

chondrocytes[J].OsteoarthritisCartilage,2013,21(7):981-989.

[15]AtturM,Al-MussawirHE,PatelJ,glandinE2exertscataboliceffectsin

osteoarthritiscartilage:evidenceforsignalingviatheEP4receptor[J].J

Immunol,2008,181(7):5082-5088.

[16]ColussiD,BrandiG,BazzoliF,larpathwaysinvolvedincolorectal

cancer:implicationsfordiseasebehaviorandprevention[J].IntJMolSci,2013,14(8):

16365-16385.

[17]KangJ,WangJ,ChengJ,-regulationofNTCPexpressionbycyclinD1in

hepatitisBvirus-relatedhepatocellularcarcinomahasclinicalsignificance[J].

Oncotarget.,2016,[Epubaheadofprint].

[18]CorluA,tionoftheg1/stransitioninhepatocytes:involvementofthe

cyclin-dependentkinasecdk1intheDNAreplication[J].IntJHepatol,2012,2012:689324.

[19]esofcyclinD1[J].AmJPathol,2013,183(1):3-9.

[20]Veas-PerezdeTudelaM,MaestreC,Delgado-EstebanM.,5-mediated

inhibitionofAPC/C-Cdh1switchesonthecyclinD1-Cdk4-pRbpathwaycausingaberrant

S-phaseentryofpostmitoticneurons[J].SciRep,2015,5:18180.

[21]WuG,FanH.,HuangY,ishengDecoctioncontainingserumpromotes

proliferationofinterleukin1betainducedchondrocytesthroughthep16cyclinD1/CDK4Rb

pathways[J].MolMedRep,2014,10(5):2525-2534.